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翼状胬肉切除联合丝裂霉素C术后巩膜溶解的分析

http://www.cnophol.com 2010-3-31 15:13:44 中华眼科在线

  3 讨论
   
  许多眼科手术后均会发生局部巩膜溶解,如白内障现代囊外摘除术、小梁切除术、斜视手术、视网膜脱离手术等[2],其中后两者的发生与手术时损伤睫状动脉系统而导致眼前节缺血有关。翼状胬肉切除手术亦会发生局部巩膜溶解,且发生部位位于原手术之处。可发生在翼状胬肉切除联合β放射线[3]、MMC[4]、噻替派[5]治疗,甚至单纯翼状胬肉切除亦会发生[6]。其中β放射线联合治疗可导致局部微血管内膜炎,而MMC和噻替派可影响毛细血管内皮细胞的增殖[3]。既往文献[6]报道翼状胬肉术后发生巩膜溶解的患者均无全身系统性免疫性疾病病史,而仅少数患者伴IgA的升高、血浆尿酸盐浓度升高等,但亦无全身系统性免疫性疾病的典型临床表现。本文中7例患者既往均无全身病史,入院检查仅发现1例患者有血沉增加,而局部组织刮片也仅见1例有表皮葡萄球菌。这似乎说明翼状胬肉切除术后发生巩膜溶解与免疫性疾病及感染无明显相关性。该组患者在翼状胬肉切除术中均使用了MMC。MMC为提取自放线菌Streptomyces caespitosus培养液,具有细胞毒作用的一种烷化剂。当MMC被细胞色素p450还原酶等激活后,可使DNA分子中的腺嘌呤和鸟嘌呤交联,从而阻断DNA分子的合成,并继发性的阻止细胞的有丝分裂,导致细胞周期的停止。MMC的作用是非细胞周期特异性的,并且由于其抗有丝分裂的作用,有丝分裂率较高的细胞受到的影响更加明显,并且作为一种化疗药物而被广泛应用。除了导致DNA的交联,MMC还可通过蛋白激酶的活化而使IL18、单细胞化学趋化蛋白1(MCP1)的表达上调,并诱导Fas介导的细胞凋亡,也可通过激活由于线粒体功能异常的cascades级联反应诱导凋亡。T淋巴细胞介导的细胞溶解,细胞内谷胱甘肽的耗竭,活性氧离子的增加以及继发性的肿瘤坏死因子(TNF)表达的上调也在MMC的细胞凋亡中起到一定的作用[7]。

    有报道[8]称在翼状胬肉切除术中使用低浓度的MMC较联合自体结膜移植组可显著降低翼状胬肉切除术后复发的几率,前者为6.6%,而后者为13.3%,且两组并发症的发生率无显著性差异。但亦有研究[9]证实联合MMC的复发率(15.9%)明显高于联合角膜缘自体结膜移植手术组(1.9%),这可能与角膜缘组织的特异性导致的。有文献报道[10]在翼状胬肉切除术中联合使用0.2g/L MMC及在术后局部使用10g/L或20g/L MMC滴眼液会导致部分患者手术区结膜组织的无血管化,发生率分别为6.9%和23.2%。这似乎说明了翼状胬肉手术联合局部使用MMC可导致局部缺血性坏死。在该组病例术中均曾使用MMC,并且巩膜溶解的局部组织处于血供不佳的表现。这可能是由于在术中切除翼状胬肉后对局部巩膜创面进行了烧灼止血,从而导致局部脉管组织变性、坏死。而在术中使用MMC后,其抑制细胞增殖[3]、抑制受损动脉平滑肌细胞增殖及内膜形成[11]的作用影响了周边新生血管及毛细血管内皮细胞长入病变区,最终局部组织缺血坏死,并伴随炎症细胞的浸润,导致了组织的溶解。其中1例虽然联合进行了结膜瓣转位术,以便于结膜组织在血管再通后可提供局部的血液供应,但该病例在术后随访期间发现结膜瓣血供差,于术后2wk脱落,并且可见创面巩膜处血供亦较差,并在术后2mo发生局部巩膜溶解,我们认为这主要与血供欠佳有关。对于在术后随访的患者,如发现局部巩膜溶解病变局限,未透见深层色素组织,可先试行局部药物治疗,如无效则行修补手术。而对于溶解范围较大,侵犯角膜,或透见色素及形成葡萄肿者,需及时行修补手术,以避免发生穿孔或继发感染等更加严重的并发症。
   
  总之,MMC可有效降低翼状胬肉单纯切除术后复发的几率。但是由于其对于局部血管组织增殖的抑制作用,在术中应控制使用的浓度及时间,并且需要患者在术后长时间的按时随访。对于那些无法按时随访的患者,在使用MMC时应十分慎重,且在术中尽量避免烧灼过度,以防止因新生血管无法长入病变区而发生局部缺血。如有条件,可在术中联合行角膜缘自体结膜瓣移植等术式来替代MMC而降低巩膜溶解等严重并发症的发生率。

【参考文献】
  1 Jaros PA, DeLuise VP. Pingueculae and pterygium. Surv Ophthalmol 1988;33(1):4149

  2 ODonoughue E, Lightman S, Tuft S, et al. Surgically induced necrotising sclerokeratitis (SINS)precipitating factors and response to treatment. Br J Ophthalmol1992;76(1):1721

  3 Galanopoulous A, Snibson G, ODay J. Necrotising anterior scleritis after pterygium surgery. Aust NZ J Ophthalmol 1994;22(3):167173

  4 Rubenfeld RS, Pfister RR, Stein RM. Ocular complications of topical mitomycinC after pterygium surgery. Ophthalmology1992;99(11):16471654

  5 Mackenzie FD, Hirst LW, Kynaston B, et al. Recurrence rate and complications after betairradiation for pterygium. Ophthalmology 1991;98(12):17761780

  6 Alsagoff Z, Tan TD, Chee SP. Necrotising scleritis after bare sclera excision of pterygium. Br J Ophthalmol 2000;84(9):10501052

  7 Teus MA, BenitoLlopis L, Alió JL. Mitomycin C in Corneal Refractive Surgery. Surv Ophthalmol 2009;54(4):487502

  8 FruchtPery J, Raiskup F, Ilsar M, et al. Conjunctival Autografting Combined With LowDose Mitomycin C for Prevention of Primary Pterygium Recurrence. Am J Ophthalmol 2006;141(6):10441050

  9 Young AL, Leung GYS, Wong AKK. A randomised trial comparing 0.02% mitomycin C and limbal conjunctival autograft after excision of primar pterygium. Br J Ophthalmol 2004;88(8):995997

  10 Raiskup F, Solomon A, Landau D, et al. Mitomycin C for pterygium: long term evaluation. Br J Ophthalmol 2004;88(11):14251428

  11 Granada JF, Ensenat D, Keswani AN, et al. Single Perivascular Delivery of Mitomycin C Stimulates p21 Expression and Inhibits Neointima Formation in Rat Arteries. Arterioscler Thromb Vasc Biol 2005;25(11):23432348

上一页  [1] [2] 

(来源:首席医学网)(责编:zhanghui)

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