二、植片各参数的改变

　　3组大鼠角膜植片在用药期间RI、混浊、水肿及新生血管指数的改变见表1。结果表明，对照组RI、混浊、水肿3项指标均明显高于FK-506和CsA组(P＜0.05)，但FK-506、CsA 2组间差异无显著性；3组间新生血管指数差异无显著性(P＞0.05)。

　　表1　各组大鼠角膜植片在术后用药期间

　　3组大鼠角膜植片的RI及其中每项指标评分的动态改变见图1～4。对照组所有指标评分均呈持续上升，而两用药组的RI、混浊及水肿3项指标评分在用药期间均明显低于对照组，且FK-506组低于CsA组，二者间差异无显著性。停药后各项指标评分逐渐上升，3组动物植片新生血管的发生发展趋势基本一致。新生血管一般于术后4～6天出现，约10～12天达角膜伤口，并很快进入植片周边，有些大鼠的新生血管最终可达角膜中央，而另一部分大鼠的新生血管则表现出退行性变的趋势。

　　图1　术后鼠角膜植片排斥指数的动态变化

　　图2　术后鼠角膜植片混浊指数的动态变化

　　图3　术后鼠角膜植片水肿指数的动态变化

　　图4　术后鼠角膜植片新生血管指数的动态变化

　　讨论

　　一、大鼠是角膜移植免疫学研究的理想动物模型

　　角膜移植免疫学研究中，大鼠已逐渐取代传统的兔模型。因为兔的免疫系统背景不清，供、受体间的组织相容性程度不能控制，同时也缺乏免疫学研究中必需的抗兔细胞的单克隆抗体；而近交系大鼠的免疫学背景、组织相容性系统明确，供、受体间的组织相容性程度可根据需要进行选择，抗大鼠细胞及免疫分子的单克隆抗体丰富，且角膜组织上的主要组织相容性抗原的表达与人类角膜一致［8］，是角膜移植免疫学研究的理想动物模型。本研究在供、受体间主要组织相容性抗原完全不同［8］的大鼠中建立PKP动物模型，对照组术后平均12天100%发生排斥反应，表明此动物模型利于角膜移植的免疫学研究和免疫抑制剂治疗的研究。

　　二、FK-506可抑制角膜移植免疫排斥反应

　　FK-506是从Tsukubaensis链霉菌发酵产物中提取的大环内酯类抗生素，具有显著的免疫抑制功能，可抑制机体的细胞和体液免疫过程，在抑制多种器官同种异体移植术后排斥反应方面，也显示了高度的免疫抑制作用，并明显强于CsA［4，5］。本研究中FK-506的用量为CsA的1/30，但其作用却较CsA强。

　　FK-506与CsA的免疫抑制机制相似，主要是通过与T细胞表面相应的结合蛋白（FK-506结合蛋白和环亲合素）结合，作用于细胞内的钙和钙调蛋白依赖性的蛋白磷酯酶，使T细胞活化核因子的核内转移受到抑制，从而抑制转录IL-2、IL-2R的基因表达，使T细胞的增殖和免疫活性受到抑制［4］。IL-2是由活性T细胞合成分泌、具有T细胞生长因子特点的细胞因子，活性T细胞分泌IL-2，同时表达IL-2R，IL-2与IL-2R的结合进一步促进了T细胞的增殖分化，所以IL-2和IL-2R是移植排斥免疫抑制疗法的重要靶分子［4］。

　　我们应用大鼠模型研究FK-506对角膜移植排斥反应的抑制作用。FK-506和CsA组在用药期间均无排斥反应发生，植片的混浊和水肿程度明显低于对照组，术后第2周末的植片存活率均为100%。但停药后两组角膜植片的混浊、水肿逐渐加重，并分别于停药后4～21天（平均存活22.1天）和2～6天（平均存活18.4天）发生排斥反应。而术后对照组角膜植片的各项评分均持续上升，角膜植片的混浊、水肿逐渐加重，术后第2周末的植片存活率仅为10%。作者在动物模型临床观察的基础上，应用免疫组化的方法,对角膜移植排斥反应进行免疫病理学研究，发现FK-506可抑制PKP术后多种免疫细胞的浸润和免疫分子的表达［9］。

　　本实验结果显示，FK-506可明显延长大鼠角膜植片的存活时间，且作用优于CsA。但FK-506并不能使机体产生免疫耐受，停药后排斥反应仍可发生。此外,无论是FK-506或CsA，均不能抑制新生血管的发生和发展，这可能与新生血管的生成因子有关，对于这些因子的作用机制还有待于进一步研究。本实验结果与文献报道相似［10，11］,Nishi等［10］采用F344大鼠对Lewis大鼠PKP模型,术后腹腔内分别注射0.3、1.0及3.0 mg/kg FK-506，共2周,对照组动物植片于3周内全部排斥,而FK-506组角膜植片则可存活4～8周。

　　参考文献

　　[1]　Williams KA, Muehlberg SM, Lewis RF, et al. How successful is corneal transplantation? a report from the Australian corneal graft register. Eye,1995,9:219-227.

　　[2]　Rinne JR, Stulting RD. Current practices in the prevention and treatment of corneal graft rejection.Cornea,1992,11:326-328.

　　[3]　Hill JC. The use of cyclosporine in high-risk keratoplasty. Am J Ophthalmol, 1989,107:506-510.

　　[4]　Morris R. Modes of action of FK506, cyclosporine A, and rapamycin. Transplant Proc, 1994,26:3272-3275.

　　[5]　Fung JJ, Starzl TE. FK-506 in solid organ transplantation. Transplant Proc, 1994,26:3017-3020.

　　[6]　Williams KA, Coster DJ. Penetrating corneal transplantation in the inbred rat: a new model. Invest Ophthalmol Vis Sci, 1985,26:23-30.

　　[7]　Holland EJ, Chan CC,Wetzig RP, et al. Clinical and immunohistologic studies of corneal rejection in the rat penetrating keratoplasty model. Cornea,1991,10:374-380.

　　[8]　Katami M. Corneal transplantation-immunologically privileged status. Eye, 1991,5:528-548.

　　[9]　吕岚, 张文华. FK-506抑制大鼠角膜移植免疫排斥反应的免疫病理学研究. 中华眼科杂志, 1998, 34:21-24.

　　[10]　Nishi M, Herbort CP, Matsubara M, et al. Effects of the immunosuppressant FK506 on a penetrating keratoplasty rejection model in the rat.Invest Ophthalmol Vis Sci,1993,34:2477-2486.

　　[11]　Dickey JB, Cassidy EM, Bouchard CS. Periocular FK-506 delays allograft rejection in rat penetrating keratoplasty. Cornea, 1993,12:204-207.

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