|
3讨论
对PCO的发生机制及防治方法的研究一直是白内障研究中的热点。既往对于PCO的研究基本上是通过体外细胞培养、体外囊袋培养及动物模型等方法。前二者虽然易于对研究目标进行针对性检测及有效干预，但由于体外培养环境和活体眼内环境有很大差别，故在很多方面因体外实验不能有效反映眼内实际情况而影响研究效果。目前PCO在体动物模型使用最为广泛的是兔，其主要优点为较大的眼球便于对手术方式的模拟和人工晶状体的研究。但其为非模式生物，基因组序列不详，不适合进行分子水平研究。采用BALB/c小鼠制作PCO模型，其具有明确的基因序列，符合分子生物学研究的需要[5,6]。但小鼠眼球过小，手术操作和囊膜取材均有较大难度，并取材量过小，使很多检测方法难以实施。Lois等[7,8]以棕色挪威鼠和SD大鼠建立了PCO动物模型，从而为分子水平上研究PCO的发病机制提供了有利工具，前者昂贵且不易获得，而后者则来源广泛、价格经济，易于普遍使用，故本研究选用SD大鼠作为实验动物。在Lois等[7]的模型中，摘除晶体后将Healon注入前房中，使囊袋及前房充满Healon并缝合伤口，这样使大量粘弹剂残留在鼠眼中。我们仅在撕囊前使用粘弹剂用于保护角膜内皮，在娩核后将粘弹剂全部冲洗掉并不再使用，在缝合伤口1针后即用无菌空气泡恢复并维持前房，切口全部缝合后再补足气泡。这样就可以既能维持前房结构又能避免粘弹剂在眼内对术后PCO形成、房水生成、眼内压稳定等造成的影响，气泡将在3d内完全由房水取代。本研究中术后仅2眼发生前房消失，故用无菌空气对手术成功率无明显影响。
大鼠PCO模型除基因序列明确、制作简便、成功率高、并发症少外，与兔眼模型比较还具备其他优势。在兔眼ECLE术后易发生标志性纤维素渗出反应[9]，甚至达到100％[10]，这极少发生在大鼠模型中。兔眼PCO在术后1mo才开始发生，而全过程需要长达3mo[10]，相对于大鼠眼的3d和14d明显偏长，延长了研究周期。另外，大鼠价格便宜，易于增加样本量，而其组织也足以满足各项检测需要。我们通过裂隙灯及光镜观察到，术眼于术后3d即发生PCO并逐渐加重，于术后14d所有动物均明显后囊膜混浊，而28d则出现明显晶状体再生现象。故术后0～14d是研究大鼠PCO发生过程的理想阶段。其后随着观察时间的延长，进入晶状体再生阶段。整个过程中囊膜内表面的细胞分布经历了一个前囊及赤道部由“单层多层单层”的过程，细胞形态经历了“柱状纺锤状柱状”的过程，后囊膜细胞分布经历了从‘无有无’的过程。囊膜内细胞的分布变化可能与创伤修复反应和组织修复间的平衡制约相关，其机制还有待进一步研究。对这些细胞变化及晶体纤维发生过程对于研究大鼠晶状体组织发生学及再生将提供有效帮助。
正常的晶状体组织中不含有肌纤维细胞，但白内障术后部分LEC向肌纤维细胞发生转分化，表现为细胞侧面呈纺锤形，有一椭圆形核，细胞内表达αSMA[11]。由于在正常的LEC几乎无αSMA表达，因此αSMA的出现成为术后LEC向肌纤维细胞转化的标志，这一过程由TGFβ诱导[12]。Kato等[13]于兔眼PCO模型中发现LEC向肌纤维细胞转分化，而后通过凋亡逐渐消失。而本研究中通过免疫组化研究发现术后3d时LEC有αSMA阳性表达，提示此阶段是LEC术后发生转分化的关键阶段。由于肌纤维细胞可分泌大量的细胞外基质，并且其中的细胞骨架通过细胞膜上的粘附分子与细胞间质相互作用使囊膜的皱缩，是形成纤维化型后囊混浊的重要原因。而对于αSMA表达高峰时段的LEC转分化干预或许是防止PCO发生的办法之一。
本改良法建立的大鼠PCO模型具备了手术简便、成功率高、并发症少、观察及取材便利等优点，其将对研究PCO发生机制及防治方法提供有效载体，同时也可作为研究晶状体发生学的工具。而对于在此模型中观察到的术后LEC在分布和形态上的动态变化将有助于在细胞生物学及分子生物学水平上对PCO的研究。
【参考文献】
1 Apple DJ, Peng Q, Visessook N, et al. Eradication of posterior capsule opacification: documentation of a marked decrease in Nd:YAG laser posterior capsulotomy rates noted in an analysis of 5416 pseudophakic human eyes obtained postmortem. Ophthalmology2001;108:505518
2 Sundelin K, Sjostrand J. Posterior capsule opacification 5 years after extracapsular cataract extraction. J Cataract Refract Surg1999;25:246250
3 Schaumberg DA, Dana MR, Christen WG, et al. A systematic overview of the incidence of posterior capsule opacification. Ophthalmology
1998;105:12131221
4 Spalton DJ. Posterior capsular opacification after cataract surgery. Eye1999;13:489492
5 Lois N, Taylor J, McKinnon AD, et al. Posterior capsule opacification in mice. Arch Ophthalmol2005;123:7177
6孟瓅, 谢立信. BALB/c小鼠后发性白内障动物模型的建立和观察.眼科新进展 2007;27:9195
7 Lois N, Dawson R, McKinnon AD, et al. A New Model of Posterior Capsule Opacification in Rodents. Invest Ophthalmol Vis Sci2003;8:34503457
8 Lois N, Taylor J, McKinnon AD, et al. Effect of TGFbeta2 and antiTGFbeta2 antibody in a new in vivo rodent model of posterior capsule opacification. Invest Ophthalmol Vis Sci2005;46:42604266
9 Blomstedt G, Fagerholm P, Gallo J, et al. Aftercataract in the rabbit eye following extracapsular cataract extraction: a wound healing reaction. Acta Ophthalmol uppl1987;182:9399
10吴坚,石海红,管怀进.兔后囊膜混浊模型的制作.南通大学学报医学版 2005;25:414415
11 Cobo LM, Ohsawa E, Chandler D, et al. Pathogenesis of capsular opacification after extracapsular cataract extraction: an animal model. Ophthalmology1984;91:857863
12刘红玲,张晓梅,关风. 晶状体后囊膜混浊的研究方法及细胞生物学研究进展.国际眼科杂志 2007;7(2):457459 上一页 [1] [2] |
