2.2 Ele和Cur对LEC DNA含量的影响       

　　经FCM分析,在G1峰前出现一亚G1峰,即凋亡峰(图2),表明LEC中DNA含量降低;而正常组不出现凋亡峰。Ele和Cur与LEC共同孵育48,72 h,LEC的凋亡率与正常组差别有统计学意义(P<0.01,表1)。

　　2.3 Ele和Cur对LEC ΔΨm的影响       

　　FCM分析显示,经Ele作用后的LEC在FITC频道右上象限(UR)检测到的细胞数增多(图3),说明这些细胞中线粒体ΔΨm下降的程度大,发生凋亡的细胞多。表1各组牛晶状体上皮细胞的凋亡率（略）
　　
　　Ele和Cur作用LEC不同时间的细胞的ΔΨm与正常组均有显著差异。尽管Ele和Cur作用LEC不同时间后ΔΨm的变化趋势不一,但Ele和Cur作用于LEC早期(8 h),细胞的ΔΨm均已出现显著的改变(P<0.01),以Ele尤为明显(表2)。表2 榄香烯组和姜黄素组牛晶状体上皮细胞线粒体跨膜电位的变化（略）

　　3 讨论

　　3.1 Ele和Cur均可明显诱导LEC凋亡       

　　本研究用电子显微镜观察发现,Ele和Cur组大多数LEC的细胞核内染色质发生凝集、固缩、边集,在细胞核膜周边聚集成环行、马蹄形;细胞膜表面微绒毛和伪足减少或消失,呈现典型的细胞凋亡超微结构变化。随着Ele和Cur作用时间延长,LEC细胞质内出现线粒体和内质网扩张、破裂、细胞质崩解、质膜残缺不全等凋亡继发性坏死的形态改变。FCM检测结果也表明,正常组的LEC不出现凋亡峰;Ele和Cur孵育后的LEC均出现凋亡峰。药物作用时间越长,凋亡率越高,说明降低细胞核的DNA含量是Ele和Cur诱导LEC凋亡的机制之一。

　　3.2 细胞质内ΔΨm下降是Ele和Cur诱导LEC凋亡的的早期事件       
　　近年的研究发现,细胞凋亡有细胞核和细胞质两条途径[9]。有证据显示,线粒体功能改变在细胞凋亡的发生中起关键性作用,因为抑制线粒体的三羧酸循环或呼吸链功能即可引起细胞凋亡;在细胞核出现凋亡性改变之前,常常先有ΔΨm的降低。Castedo等的研究发现,在细胞凋亡发生时,ΔΨm耗散的发生早于核酸内切酶的激活,一旦ΔΨm耗散,细胞就会进入不可逆的凋亡过程[10]。
               
　　本研究通过检测线粒体ΔΨm的改变探讨Ele和Cur诱导LEC凋亡进程的细胞质途径，结果发现,Ele和Cur作用于LEC后不同时间,ΔΨm均下降,与正常组均有显著差异;Ele和Cur作用于LEC早期(8 h),LEC已出现明显的ΔΨm下降,FITC(+)细胞百分率与正常组比,差别有统计学意义(P<0.01),说明线粒体ΔΨm下降是Ele和Cur诱导LEC细胞凋亡级联反应中的早期事件。

　　3.3 天然药物Ele和Cur作为高效低毒防治后发性白内障药物具有广阔的应用前景       

　　Ele是从莪术中提取的一种倍半萜类衍生物,化学名为1甲基1乙烯基2,4二异丙基环已烷。以往的研究报道,Ele能通过激活淋巴细胞增强机体免疫功能,疗效确切且不良反应小;Ele对多种肿瘤细胞DNA、RNA的合成有明显的抑制作用[11]。Cur是姜黄中提取的一种酚性天然色素,是姜黄的主要成分,由于其色泽稳定且毒性很低(小鼠灌胃LD50>2 g/kg),目前广泛应用于食品添加剂及染料中,是咖喱、芥末中的主要色素。此外,Cur尚有抗增殖、诱导细胞凋亡等多方面的药理作用[1213]。本研究发现Ele和Cur可明显诱导LEC凋亡,并阐明了Ele和Cur诱导LEC凋亡的细胞学与分子生物学机制,为将Ele和Cur作为防治后发性白内障的药物提供了科学的实验依据。

　　参考文献：

　　[1]Bertelmann E,Kojetinsky C. Posterior capsule opacification and anterior capsule opacification[J]. Curr Opin Ophthalmol, 2001,12(1):3540.

　　[2] 汪朝阳,黄秀榕,祁明信,等. 中医中药对细胞凋亡的影响研究进展[J]. 中国中西医结合杂志, 2000, 20(9):712714.

　　[3] Zou L,Liu W,Yu L. Betaelemene induces apoptosis of K562 leukemia cells[J]. 中华肿瘤杂志, 2001, 23(3):196198.

　　[4]康可人,黄秀榕,祁明信. 天然药物诱导细胞凋亡的研究进展[J]. 中国病理生理杂志, 2001, 18(6):725729.

　　[5]Adams B K, Cai J, Armstrong J,et al. EF24, a novel synthetic curcumin analog, induces apoptosis in cancer cells via a redoxdependent mechanism[J]. Anticancer Drugs, 2005,16(3):263275.

　　[6]Yan C,Jamaluddin M S,Aggarwal B,et al. Gene expression profiling identifies activating transcription factor 3 as a novel contributor to the proapoptotic effect of curcumin[J]. Mol Cancer Ther, 2005,4(2):233241.

　　[7]Choudhuri T,Pal S,Das T,et al. Curcumin selectively induces apoptosis in deregulated cyclin D1 expressed cells at G2 phase of cell cycle in a p53dependent manner[J]. J Biol Chem, 2005,280(20):2005920068.

　　[8]沈关心,周汝麟. 现代免疫学实验技术[M]. 武汉:湖北科技出版社, 1998:175220.

　　[9]Matsuyama S,Reed J C. Mitochondriadependent apoptosis and cellular pH regulation[J]. Cell Death Differ, 2000,7(12):11551165.

　　[10]Castedo M,Ferri K,Roumier T. Quantitation of mitochondrial alterations associated with apoptosis[J]. J Immunol Methods, 2002,265(12):3947.

　　[11]Shenker B J,Pankoski L,Zekavat A,et al. Mercuryinduced apoptosis in human lymphocytes: caspase activation is linked to redox status[J]. Antioxid Redox Signal, 2002,4(3):379389.

　　[12] Rashmi R,Kumar S,Karunagaran D. Human colon cancer cells lacking Bax resist curcumin induced apoptosis and Bax requirement is dispensable with ectopic expression of Smac or downregulation of BclXL[J]. Carcinogenesis, 2005,26(4):713723.

　　[13]Chen A,Xu J. Activation of PPAR{gamma} by curcumin inhibits Moser cell growth and mediates suppression of gene expression of cyclin D1 and EGFR[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2005,288(3):G447456.

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