2.第1组PVR眼玻璃体液中细胞因子含量及曲线：模型眼PVR判定采用文献［4］中报道的0、Ⅰ～Ⅳ5个级别。Ⅱ～Ⅳ级作为牵拉性视网膜脱离，7天组Ⅰ级1只眼；14 天组Ⅰ级、Ⅱ级各1只眼；21天组Ⅰ级2只眼，Ⅲ级和Ⅳ级各1只眼；28天组Ⅲ级3只眼，Ⅳ级1只眼。均无玻璃体出血。

　　TNF-α 7天起持续上升，21天达高峰(309 pg/ml)；同时IL-8、IL-6 在此区间形成一高水平状态(584～516 pg/ml和54～251 pg/ml)，并在14天分别达高峰值1 325 pg/ml和998 pg/ml(图2)。

　　图2　巨噬细胞诱发兔PVR玻璃体液中炎性细胞因子

　　3.第2组PVR眼玻璃体液中细胞因子含量及曲线： TNF-α自7天起上升，21天达高峰值580 pg/ml，至70天仍维持在222 pg/ml 高水平。IL-8自7天起迅速上升，至70天呈线性上升状态，为494 pg/ml。IL-6在7～28天呈一高水平状态，为84～188 pg/ml，21天达高峰值374 pg/ml，与上一组相似(图3)。

　　图3　连续抽取玻璃体液的PVR模型眼玻璃体液中的炎性细胞因子

　　4.正常血清及对照眼玻璃体液细胞因子含量：正常血清和对照眼玻璃体液TNF-α含量分别为（32±12）pg/ml、（42±5 ）pg/ml，IL-8含量分别为（55±17）pg/ml、（54±38）pg/ml，IL-6含量分别为0 pg/ml、0 pg/ml。与第1组注入巨噬细胞前玻璃体液的含量波动差异无显著性(P＞0.05)。

　　讨论

　　1.巨噬细胞诱发的PVR模型眼的特点及意义：在本实验的PVR模型中，仅向玻璃体内引入了巨噬细胞。巨噬细胞是一种终末细胞，不能转化和增生，但它们能分泌多种细胞因子。因此，这种模型眼内的增生细胞均来自宿主自身，它以炎症启动阶段为起点，可用于观察早期炎性细胞因子的含量变化及对细胞增生的调控作用［3，4］。

　　2. 细胞因子的生物学效应：以往研究已证实，TNF-α是巨噬细胞重要的早期炎性因子，对损伤修复中的炎症、增生及瘢痕化过程有着重要的调控作用［5，6］。它刺激多种细胞自分泌IL-8、IL-6等细胞因子，而这些因子的效应反过来加强了局部的免疫反应。IL-8可以加强炎性细胞和表达CD11/CD18的细胞趋化、移行作用，引起局部反应；IL-6增强对外来抗原刺激B细胞的增生作用，引起局部体液免疫反应、产生免疫球蛋白IgG等，同时还促进神经细胞分化，加强损伤后的修复。

　　3.本模型中细胞因子的来源：本组在模型眼玻璃体液内测出的3种因子的水平，均明显高于体外培养液上清液中的含量。其中TNF-α的高峰水平在玻璃体液内为580 pg/ml ，在巨噬细胞培养上清液中高峰值为154 pg/ml，IL-8在玻璃体液内为1 325 pg/ml，在上清液中为192 pg/ml；IL-6在玻璃体液内为998 pg/ml，在上清液中为28 pg/ml，差异均有显著性。同时对侧眼玻璃体液和血清中细胞因子含量无明显变化，由此表明这些因子是引入巨噬细胞后分泌的；眼内宿主的细胞也参与了分泌(自分泌)过程，并且不伴有内分泌和神经递质样调节。其中体内单核细胞补充进入玻璃体内可能是一个主要来源。

　　4.细胞因子在本模型中的动态变化：据我们以往观察，此模型在注入巨噬细胞后表现为炎症期、细胞增生期、瘢痕期［3，4］。其发展过程与本研究中玻璃体液内细胞因子的动态变化相吻合［4］。本实验测出，随着眼内TNF-α含量增加，在PVR炎症期，IL-8达较高水平，此时眼内炎症反应最明显；当TNF-α长时间呈高水平时，IL-8呈持续上升趋势。在模型10～21天，IL-6呈高水平状态，此期眼内细胞增生最活跃；进入第3周，TNF-α含量达高峰，组织内各细胞因子含量明显增加。第4周内，尽管玻璃体局部细胞因子含量迅速下降，此时模型中的成纤维细胞样细胞的间质增多，牵拉性视网膜脱离达70%以上。第2组由于多次抽取玻璃体液，其炎症反应持续时间较长，TNF-α长时间呈高水平，同时，IL-8呈持续上升趋势，IL－6与第1组的结果相似。

　　5. PVR的炎性及免疫机制：上述结果提示，外源性炎性细胞因子导致血-眼屏障破坏，促使炎性细胞的聚集，形成局部对损伤的炎症反应。IL-6还可能介导自身免疫反应［7］；IL-8 亦可能促进视网膜内细胞增生、分化，呈现巨噬细胞样功能［8］。这些早期反应诱导内源性自分泌多种细胞因子，启动增生的负调控系统，限制细胞增生，并促进向纤维化愈合的转化［9］。

　　志谢　第四军医大学免疫学教研室金伯泉教授等，口腔医学院中心实验室吴军正教授等

　　本课题受国家自然科学基金资助(基金编号39470742)

　　参考文献

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　　2　Limb GA,Franks WA,Munasinghe KR, et al. Proliferative vitreoretinopthy: an examination of the involvement of lymphocytes, adhesion molecules and HLA-DR antigens. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,1993,231:331-336.

　　3　Hui YN, Sorgente N, Ryan SJ. Posterior vitreous separation and retinal detachment induced by macrophage. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol, 1987,225:279-284.

　　4　Hui YN, Liang HC, Cai YS, et al. Corticosteroids and daunomycin in the prevention of experimental proliferative vitreoretinopathy induced by macrophages. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,1993,231:109-114.

　　5　金伯泉.细胞和分子免疫学. 北京：世界图书出版公司 , 1995.129-133.

　　6　周廷冲.多肽生长因子基础与临床. 北京：中国科学技术出版社,1992.509-523.

　　7　Grisanti S, Heimann K, Wiedemann P. Immune response to specific molecules of the retina in proliferative vitreoretinal disorders. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol ,1994,232:302-307.

　　8　Kirchhof B, Kirchhof E, Ryan SJ, et al. Vitreous modulation of migration and proliferation of retinal pigment epithelial cells in vitro. Invest Ophthalmol Vis Sci ,1989,30:1951-1957.

　　9　Esser P, Heimann K, Abts H, et al. CD95(FAS/APO-1) antibody- mediated apoptosis of human retinal pigment epithelial cells. Biochem Biophys Res Commun ,1995,213:1026-1034.

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